Мониторинг фитопланктона
Пункты наблюдений
Выбор пунктов наблюдений за состоянием растительного планктона проводится в соответствии с общими принципами размещения пунктов наблюдений и контроля в системе мониторинга состояния окружающей среды. Местоположение станций, т. е. пунктов отбора проб на водном объекте, зависит прежде всего от расположения источников загрязнения на его водосборной площади. Отбор проб осуществляется на участках до и после этих источников (крупных населенных пунктов, промышленных и сельскохозяйственных комплексов). Количество проб, отбираемых на участке реки, расположенном ниже источника загрязнения, должно значительно превышать количество проб, взятых выше источника.Учитывая, что влияние промышленных и бытовых стоков на фитопланктон сказывается только через 2-3 сут, по скорости течения реки рассчитывают место размещения станций и створов. Так, при скорости реки у исследуемого пункта в 0,5 м/с первый створ (трансекту) целесообразно заложить через 43 км, второй — через 86 км, а третий — через 130 км, что соответствует расстоянию, пройденному водной массой соответственно за 1, 2, 3 сут.
При исследовании влияния сточных вод в малопроточных или непроточных водоемах трансекты закладываются с учетом ветровых сгонов, так как ветровые течения здесь превосходят склоновые. При работе на озерах и водохранилищах необходимо исследовать устья впадающих рек и наиболее крупных ручьев, а также основные заливы. На крупных водоемах такого типа число станций на трансектах должно быть пропорционально площади обследуемых заливов и плесов.
При работе на водохранилищах, озерах, глубоководных прудах отбор проб осуществляется из слоя, где возможен фотосинтез (из трофогенного слоя), глубина которого равна утроенному значению прозрачности, измеренной по белому диску Секки. Например, при прозрачности 5 м — глубина сосставит 15 м. Стандартные горизонты отбора проб: 0; 1; 2,5; 5; 10; 20 м. Таким образом, на станции с каждого из перечисленных горизонтов (до глубины утроенной прозрачности) отбирают из батометра по 1 л воды, сливают в один сосуд (чистое эмалированное ведро с крышкой), тщательно перемешивают и в зависимости от степени развития фитопланктона, заполняют поллитровые или литровые бутылки и консервируют. В реках вертикальное распределение фитопланктона относительно равномерное, поэтому отбор проб обычно производят с горизонта 0,2-1 м батометром или простым зачерпыванием определенного объема воды (в зависимости от степени развития фитопланктона 0,2; 0,5 или 1 л).
Методы сбора и орудия лова фитопланктона
В последнее время гидробиологами довольно редко используется метод сетяного лова, который предназначен для отбора качественных проб фитопланктона всех категорий, кроме наннопланктона. Однако в некоторых случаях он остается наиболее эффективным, особенно когда тот или иной вид представлен в незначительном количестве и может быть собран только в результате процеживания большого объема волы. Для выявления видового состава фитопланктона лучше использовать планктонную сеть Джеди, изготовленную из очень мелкого (№70 и еще больших номеров) мельничного сита шелковой или капроновой нити. Материал, отобранный сетью, может быть просмотрен в живом состоянии в полевых условиях.Одинаково применим для качественного и количественного сбора материала батометрический метод отбора проб фитопланктона. Системы существующих батометров весьма разнообразны. Опыт работы показал, что батометры типа батометра Руттнера малопригодны для сбора проб фитопланктона, так как погружаясь в водоем, они своим нижним диском разбивают поверхностную пленку и перемешивают организмы водной толщи в районе действия прибора. Необходимо пользоваться приборами, у которых при погружении обе створки находятся в вертикальном положении и не мешают вырезанию определенного столба воды.
Наиболее прост в изготовлении и удобен в работе батометр А. В. Францева. Его способность вырезать метровый слой жидкости особенно ценна при исследовании вертикального распределения водорослей. При комплексных работах, когда необходимо получить одновременно воду для биологического и химического анализов, следует применять батометры большего рабочего объема. К таким приборам относится планктобатометр ДК (Дьяченко-Кожевниковой), емкость которого у большой модели равна 10, а у малой — 5 л. Еще более удобен батометр Молчанова ГР-18. Он предназначен для взятия проб воды с различных глубин водоема и одновременного измерения температуры воды исследуемого слоя (от 1 до 40oС). Батометр ГР-18 имеет два цилиндра из органического стекла, емкость которых не менее 4 л.
В быстротекущих водах отбор проб этими приборами осложнен из-за эффекта сноса. Для таких водоемов применяются батометры Жуковского или Фридингера, а также батометр, сконструированный Яагом, Амбюлем и Циммерманом. В воду батометры указанных конструкций опускаются с горизонтально открытыми крышками; вода при этом свободно проходит насквозь.
Методы сгущения и консервации фитопланктона
Наиболее распространенными методами концентрирования планктона являются седиментация и фильтрация пробы воды через мелкопористые мембранные фильтры. Седиментационный (осадочный или отстойный) метод, предложенный Р. Г. Гринбергом еще в 1915 г. и модифицированный П. И. Усачевым, распространен и в настоящее время. Метод заключается в отстаивании законсервированной исследуемой пробы воды в темном прохладном месте. Объем пробы зависит от степени развития фитопланктона; обычно он составляет 0,5 л, а для олиготрофных водоемов — 1 л. Пробу следует отстаивать не менее 10 дней.Для фиксации проб отдельными гидробиологами до сих пор применяется формалин, но он разрушает нежные флагеллаты и не ликвидирует газовые вакуоли у синезеленых, что мешает их осаждению. Уже в 1926 г. Усачевым было предложено перейти на фиксацию проб иодистым калием. Позднее Утермель рекомендовал рецепт еще одного фиксатора, трех капель которого вполне достаточно для фиксации 100 мл планктонной пробы. На основании этого раствора в Институте биологии внутренних вод РАН разработан фиксатор, состоящий из двух растворов:
|
|
|
||
|---|---|---|---|
| KI | 10 г | Хромовая кислота 1%-ная |
5 см3
|
| H2O | 50 см3 | Ледяная уксусная кислота |
10 см3
|
| I | 5 г | Формалин 40%-ный |
80 см3
|
Оба раствора сливаются и хранятся в темном месте. При применении иодных фиксаторов в клетках водорослей хорошо обнаруживаются пиреноиды, жгутики, окрашивается слизь, исчезают вакуоли у большинства имеющих их синезеленых. Наличие формалина в составе консерванта, позволяет хранить пробу длительное время.
Фиксированная проба после отстаивания концентрируется отсасыванием воды с помощью трубки-сифона с загнутым на 2 см вверх концом, затянутым газом №70-76, или с помощью устройства для автоматического концентрирования фитопланктонных проб. Устройство состоит из двух расположенных на разных уровнях штативов (на верхний штатив устанавливается сосуд с концентрируемой водой, на нижний — мерный цилиндр, в который отсасывается вода), сифона, трубок и двух вентилей (обычного и соленоидного). Это устройство позволяет создать стандартные условия концентрирования, а также отрегулировать скорость отсасывания воды таким образом, чтобы исключить возможность попадания в фильтрат мелких видов фитопланктона.
После отсасывания остаток пробы в 30-80 мл переливают в склянку (типа аптечной плевательницы). Туда же сливают воду после ополаскивания стенок сосуда, в котором происходило осаждение.
Широкое применение в гидробиологии получил метод мембранной фильтрации, который способствует быстрой концентрации проб и дает возможность просматривать фитопланктон в живом состоянии. Отечественное производство мембранных фильтров было начато в 1931-1932 гг. Для сгущения фитопланктона пригодны фильтры №6 и №5 с диаметром пор 2-5 мкм и 1,2 мкм соответственно фильтр №6 рекомендуется использовать как предварительный при обильных пробах для ускорения процесса фильтрации, а также для разделения крупноразмерной и мелкоразмерной фракций фитопланктона. После фильтрации на фильтре №6 полученный фильтрат, содержащий вторую фракцию, следует пропустить повторно через фильтр №5.
В 80-х годах был налажен выпуск мембранных фильтров "Владипор", из которых для концентрирования фитопланктона пригоден фильтр №10 с диаметром пор около 1 мкм. В упаковках имеются фильтры-подложки войлочного типа, на которые укладывается сам мембранный фильтр, что предотвращает его разрыв и способствует равномерному распределению осадка. В нашей стране получили распространение также чешские фильтры марки "Сынпор-2" с диаметром пор 1,2 мкм.
Сухие фильтры содержат в своих порах воздух, который закупоривает их и затрудняет фильтрацию. Для удаления воздуха фильтры нужно прокипятить в дистиллированной воде в течение 20-30 мин. Воду следует нагревать медленно, а кипячение должно быть спокойным, так как при бурном нагревании и кипячении фильтры скручиваются и становятся непригодными к употреблению. Кроме того, для удаления воздуха из пор фильтров можно рекомендовать длительное содержание фильтров в дистиллированной воде (перед помещением их на такое хранение фильтры необходимо несколько раз промыть в дистиллированной воде).
Фильтрацию проводят под вакуумом в воронке с пористым или сетчатым дном, на которое укладывают мембранный фильтр. Воронку укрепляют на колбе Бунзена, которую через верхний тубус шлангом соединяют с вакуумным насосом. Возможно соединение нескольких воронок одной трубкой или системой гибких шлангов, что позволяет фильтровать сразу несколько проб.
И. М. Балонов предложил портативный прибор, очень удобный в экспедиционных условиях, где колба Бунзена заменена дюралевым стаканом, в котором при транспортировке переворачивается и фиксируется модифицированная фильтрационная воронка из органического стекла. Для создания вакуума он использует насос от мотороллера или велосипеда. Масса прибора вместе с насосом не превышает 1260 г, а размеры в собранием виде 233?94 м.
Пробу фильтруют до определенного объема, оставляя над фильтром столбик воды высотой 1 см, или до момента, когда воды над осадком уже нет, но фильтр еще остается влажным. Затем планктон осторожно смывают с фильтра мягкой кисточкой и просчитывают в счетной камере. Желательно сразу после фильтрации просмотреть живой материал, что позволяет не только обнаружить нежные формы водорослей, но и определить общее состояние фитопланктона. Если нет необходимости просматривать живую пробу, фильтр помещают в пенициллиновую склянку объемом 20 мл, заливают 5-10 мл фильтрата и консервируют до слабо желтого цвети. В этом случае за 30 мин до фильтрации можно провести предварительную консервацию пробы несколькими каплями фиксатора, что предотвратит деформацию водорослей на фильтре, которая может иметь место при фильтрации живой пробы.
Оценка точности осадочного и фильтрационного методов, проведенная К. А. Гусевой, показала, что довольно близкие результаты с отстойным концентрированием получаются только в случае двойной фильтрации пробы. Причина состоит в том, что при обильных пробах только такая двойная фильтрация обеспечивает равномерное распределение отфильтрованных водорослей по площади фильтра. При одноразовой фильтрации происходит сбивание организмов фитопланктона в кучи или даже склеивание их на фильтре. Поэтому результаты подсчета фитопланктона непосредственно на таких фильтрах (особенно при большом увеличении микроскопа) обычно выше результатов, полученных с помощью отстойного (седиментационного) метода.
Несмотря на определенные достоинства метода мембранной фильтрации (это прежде всего возможность анализа живого материала, а также быстрота сгущения проб при малом исходном объеме), многие гидробиологи предпочитают использовать отстойный метод как более простой и не требующий специальных установок.
Изучать организмы в живом состоянии можно и в случае применении метода центрифугирования, который позволяет быстро осадить водоросли. Однако применять его при количественном учете фитопланктона не следует, так как центрифуга не осаждает синезеленые водоросли, содержащие газовые вакуоли, и организмы с меньшей плотностью, чем вода.
Этикетирование проб
Каждая проба снабжается этикеткой, на которой указывают название водного объекта, номер станции, глубину, орудие лова, дату сбора. Этикетка пишется на пергаментной бумаге и вкладывается под прокладку крышки. Для этикеток удобно использовать лейкопластырь, кусочки которого наклеивают на банку или крышку, а затем подписывают мягким карандашом или ручкой. Иногда на этикетке ставится просто номер, который соответствует номеру, записанному в журнале или полевом дневнике. В дневник вносятся дополнительные сведения о погоде, температуре, цветности, прозрачности воды, глубине станции, визуальные наблюдения за качеством воды и т.д.Методы подсчета водорослей планктона
Для количественной обработки фитопланктона удобны счетные камеры "Учинская" или "Нажотта" объемом 0,01; 0,02 и 0,05 см3. Процесс подсчета очень трудоемок и требует большой тщательности. Существенным моментом является наполнение камеры, перед которым проба тщательно перемешивается продуванием воздуха через капилляр с входным отверстием не менее 2 мм. Этим же капилляром вносится одна-две капли фильтрата, и камеру быстро закрывают покровным стеклом. Пробе дают осесть в течение нескольких минут.Второй важный момент — это количество просчитанных полос. К. А. Гусева считает, что в камере объемом 0,06 мл при количестве водорослей несколько сотен и десятков тысяч в 1 мл можно ограничиться просчетом двух полос из 40 имеющихся в ней, при нескольких тысячах клеток в 1 мл необходимо просчитать всю камеру. В камере же объемом 0,01 мл только при количестве нескольких сот тысяч можно просчитать две полосы, при нескольких десятках тысяч — пять полос и при нескольких тысячах — всю камеру. Г. В. Кузьмин советует просчитывать каждую пятую полосу указанных камер, а при высокой численности — каждую десятую. Определение численности водорослей лучше провопить в камерах разных объемов. Так, крупные и колониальные формы планктона просчитывают в камерах большого размера (не менее 0,05-0,1 см3), для остальных видов подходят и более мелкие (0,01 и 0,02 см3)
За счетную единицу следует принимать клетку. Пересчет общей численности фитопланктона производится по формуле:
, Так, например, если при просмотре 10 мл концентрата пробы объемом 500 мл в 10 полосах Камеры Нажотта объемом 0,01 см встречено 10 клеток, то в 1 л будет содержаться 80000 клеток.
Практика показывает, что для оценки видового разнообразия фитопланктона вполне достаточным является даже то количество планктона, которое содержится в одной камере объемом 0,01 см3.
Размеры клеток водорослей могут быть важным систематическим признаком. Клетки измеряют с помощью окуляр-микрометра. Цену делений окуляр-микрометра находят, сопоставляя их с уже известными делениями объект-микрометра. Последний представляет собой предметное стекло с 1-миллиметровой шкалой и единичными делениями ценой 0,01 мм.
Фитопланктон просчитывают обычно при объективе с 40-кратным увеличением и окуляре с 7-кратным увеличением (можно использовать окуляры и с более сильным увеличением).
Методы вычисления биомассы
В основе вычисления биомассы фитопланктона лежит определение объема клеток различных видов водорослей. Форма клеток приравнивается к близкому геометрическому телу и по формулам, известным из стереометрии, вычисляют их объем. Плотность (удельный вес) водорослей при расчете биомассы условно принимают равной единице, поэтому общая биомасса фитопланктона численно равна его общему объему.В литературе имеются таблицы объемов и весов (масс) различных видов планктона для некоторых районов страны. Однако распространять эти данные на любые географические районы нельзя в связи с зависимостью размеров клеток от климатической зоны, сезона, типа водоема. Эти данные можно использовать только как ориентировочные.
Большинство массовых видов водорослей имеет форму шара, цилиндра, эллипсоида или двух конусов. Для вычисления объемов этих тел нетрудно составить таблицу формул и постоянно пользоваться ею. Приведем ряд формул для вычисления объема геометрических тел, которым обычно подобны клетки планктонных водорослей.
Шар:
;
;
. Несомненно, всякое приравнивание к геометрическим фигурам условно, отчего возможны ошибки в определении объема клеток, а в конечном счете и биомассы. Поэтому выбранная фигура должна как можно лучше соответствовать форме исследуемой клетки.